Исследование кинетики вытекания инкапсулированного хлорида натрия из рН-чувствительных лимпосом и их комплексов с полистиролсульфонатом натрия.

Для того чтобы ответить на этот вопрос были синтезированы ДОФХ/ЛП липосомы с долей рН-чувствительного ЛП ν = 0.05.Для того чтобы установить, сохранилось ли рН-зависимое влияние включенного в липидную мембрану ЛП на заряд ДОФХ/ЛП липосом с ν = 0.05.был использованметод лазерного микроэлектрофореза. На рис. 9 представлена зависимость ЭФП ДОФХ/ЛП липосом с ν = 0.05 от рН. Видно, что в также как и для ДОФХ/ЛП липосом с ν = 0.3 с области щелочных и нейтральных рН ЭФП липосом не изменяется. Однако предельное значение ЭФП в нейтрально-щелочных средах составляет -0.33±0.09 (мкм/с)/(В/см). По-видимому ДОФХ является частично окисленным вследствие наличия двойных связей. Полученные значения ЭФП для интервала рН от 7 до 9 свидетельствует о том, что при данных условиях ЛП в липосомальной мембране также находится в депротонированной форме. Уменьшение рН приводит к скачкообразномуРис. 7. Зависимость ЭФП ДОФХ/ЛП липосом от рН. Слип = 1 мг/мл, ν = 0.3.Рис. 8. Зависимость размера ДОФХ/ЛП липосом от рН. Слип = 1 мг/мл, ν = 0.3. увеличению значений ЭФП в интервале рН от 7 до 6. Дальнейшее уменьшение рН не приводит плавному увеличению ЭФП везикул. Предельное значение ЭФП, которое достигается при понижении рН среды составляет 2.12±0.09 (мкм/с)/(В/см). Поскольку доля ДОФХ в липосомах составляет 0.95, по-видимому фракция окисленных липидов оказывает общий заряд мембраны и также участвует в реакциях, вызываемых изменением рН. .Тем не менее из зависимости ЭФП ДОФХ/ЛП липосом от рН можно также оценить рКа для ЛП как рН при котором поверхностный заряд липосом составляет половину от предельного значения. На основании данных, представленных на рис. 9 для ЛП рКа = 6.50±0.16. По-видимому, данное значение менее точно, чем определённое при помощи ДОФХ/ЛП липосом с ν = 0.3. Однако, нельзя исключать тот факт, что при высокой доле ЛП в липосомальной мембране может наблюдаться эффект зависимости рКа от α, характерный для полиэлектролитов.Для того, чтобы оценить влияние протонирования ЛП на размер и возможные процессы агрегации, слияния и разрушения липосом были исследованы размеры ДОФХ/ЛП липосом при разных рН. На рис.10 представлена зависимость гидродинамического диаметра ДОФХ/ЛП липосом с ν = 0.05 от рН. Как видно из графика в широком диапазоне рН от кислого до щелочного не наблюдается изменения размера липосом. Средний диаметр везикул составлял 40±5нм. Таким образом можно заключить, что липосомальная структура не нарушается при закислении среды.4.3. Поведение ПССNa и ПАNa в растворах различных рНПоскольку объектами исследования, которыми планируется воздействовать на рН-чувствительные ДОФХ/ЛП липосомы, являются полианионы целесообразно оценить, что происходит с их зарядом при изменении рН. Для этого было проведено кондуктометрическое титрование водных растворов ПССNa и ПАNa. Для этого готовили 0.002 осново-моль/л раствор соответствующей поликислоты и титровали 0.1 М раствором NaOH. Затем готовили аналогичный раствор и титровали его 0.1 М раствором HCl. Результаты Рис. 9. Зависимость ЭФП ДОФХ/ЛП липосом от рН. Слип = 1 мг/мл, ν = 0.05.Рис. 10. Зависимость размера ДОФХ/ЛП липосом от рН. Слип = 1 мг/мл, ν = 0.05.потенциометрического титрования представлены на рис. 11. Как видно из графика для ПССNa практически не наблюдается отклонения экспериментальной кривой (кривая 2) от калибровочной кривой для чистой бидистилированной воды (кривая 1). Эти данные хорошо согласуются, что ПССNa является сильным полиэлектролитом, чей заряд не зависит от рН среды в широком диапазоне значения. Кривая титрования ПАNa (кривая 3) характерна для слабого полиэлектролита. Из графика следует, что полностью заряженной макромолекула является при рН 7, в то время как при рН 4 заряд на макромолекуле отсутствует.4.4. Формирование комплекcовПАNa и рН-чувствительных липосом с ν = 0.05Для того чтобы оценить возможность комплексообразования в разных рН было проведено потенциометрическое титрование смеси ПАNa с ДОФХ/ЛП липосомами с ν = 0.05. На рис. 12 представлены кривыя титрования индивидуальной суспензии липосом (кривая 1), ПАNa (кривая 2), смеси липосомы/ПАNa (кривая 3), а также смеси. липосомы/ПАNa в присутствии 0.15 М NaCl (кривая 4). Видно, что процесс формирования комплекса проиходит не только в кислой области рН, но и в щелочной. Комплексы образуютсявплоть до рН 8. По-видимому наблюдается эффект смещения равновесия в системе прононированный ЛП/ депротонированный ЛП в присутствии ПАNa, который в щелочных средах обладает достаточно высокой степенью заряженности. Подобный эффект наблюдается в смесях противоположно заряженных полиэлектролитов, когда один или оба компонента являются слабыми полиэлектролитами. В этом случае диапазон значений рН, в котором они имеют заряд существенно расширяется в присутствии противоположно заряженного компонента по сравнению с раствором индивидуального полимера. Примечательно, что в присутсвии низкомолекулярного электролита практически не наблюдается формирования комплексов в широком диапазоне рН. Это может быть связано с тем, что для каждого значения рН в системе либо липосомы, либо ПАN, либо оба компонента обладают недостаточным зарядом, чтобы сформировать электростатический комплекс в присутсивии низкомолекулярного электролита. Этосвидетельствуктобэлектростатическойприродекомплексообразования. Рис. 11. Зависимость рН раствора ПАNa от количества добавленного HCl и NaOH. [ПАNa] = 0.0002 осново-моль/л; [ПССNa] = 0.0002 осново-моль/л; концентрация титрантов 0.1 М.Рис. 12Зависимость рН суспензии ДОФХ/ЛП (1), раствора ПАNa (2) и их смеси (3,4) от количества добавленного HCl и NaOH. Слип = 1 мг/мл, ν = 0.05. (1,3,4); [ПАNa] = 0.0002 осново-моль/л (2-4); осново-моль/л; концентрация титрантов 0.1 М.Также при помощи динамического светорассеяния было продемонстрировано, что в рН 7 при добавлении к суспензии ДОФХ/ЛП липосом с ν = 0.05 раствора ПАNa, в котором [ПАNa]= 3 х [ЛП] диаметр формирующихся в системе частиц возрастал на 30 нм, что свидетельствовало об образовании комплекса. Однако при добавлении ПАNa к суспензии липосом в рН 7 с содержанием NaCl 0.15 М изменения размера не происходило. Иными словами, комплекс не формировался.4.5. Формирование комплекcов ПССNa и рН-чувствительных липосом с ν = 0.05Для того чтобы оценить возможность комплексообразования в разных рН было проведено потенциометрическое титрование смеси ПССNa с ДОФХ/ЛП липосомами с ν = 0.05. На рис. 13 представлены кривыя титрования индивидуальной суспензии липосом (кривая 1), ПССNa (кривая 2), смеси липосомы/ПССNa (кривая 3), а также смеси. липосомы/ПССNa в присутствии 0.15 М NaCl (кривая 4). Видно, что процесс формирования комплекса проиходит в широком диапазоне рН от кислой до щелочной. При этом кривая титрования комплекса практически совпадает с кривой титрования чистого ПССNa. По-видимому, ПССNa как сильный полиэлектролит сдвигает равновесие в системе прононированный ЛП/ депротонированный ЛП значительно сильнее, чем слабый полиэлектролит- ПАNa. Введение в систему низкомолекулярного электролита практически изменяет характер комплексообразования в широком диапазоне рН. Поскольку ПССNa не содержит гидрофобных фрагментов, которые наблюдаются у ПАNac невысокой степенью диссоциации, природа адсорбции ПССNa на ДОФХ/ЛП липосомы также имеет электростатический характер. Также при помощи динамического светорассеяния было продемонстрировано, что в рН 7 при добавлении к суспензии ДОФХ/ЛП липосом с ν = 0.05 раствора ПССNa, в котором [ПССNa] = 3 х [ЛП] диаметр формирующихся в системе частиц возрастал на 40нм, что свидетельствовало об образовании комплекса. В то же время, в отличии от сслучая с ПАNa, введение 0.15 М NaCl в систему не разрушало комплекс. Этоможетбытьсвязанокак с высокойстепеньюРис. 13Зависимость рН суспензии ДОФХ/ЛП (1), раствора ПССNa (2) и их смеси (3,4) от количества добавленного HCl и NaOH. . Слип = 1 мг/мл, ν = 0.05. (1,3,4); [ПССNa] = 0.0002 осново-моль/л (2-4); осново-моль/л; концентрация титрантов 0.1 М.заряженности макромолекулы, так и с тем, что сульфогруппа может иметь большее сродство к аминогруппе ЛП, чем карбоксильная. 4.6. Целостность рН-чувствительных липосом с ν = 0.05 в различных рНДля исследования целостности липосомальных мембран с целью оценки возможности применения изучаемых липосом для создания стимул-чувствительных наноконтейнеров для доставки биологически активных веществ были сформированы ДОФХ/ЛП липосомыν = 0.05, внутренний объем которых был заполнен 1 М раствором хлорида натрия. Целостность липосомальной мембраны контролировали методом кондуктометрии. Было обнаружено, что при рН 7 в течение как минимум двух часов не происходило изменения электропроводности 1 мг/мл суспензииДОФХ/ЛП липосом с ν = 0.05. Добавление в систему неионогенного ПАВ Тритон Х-100 приводило к разрушению липосом. При этом электропроводность в системе возрастала на 80 мкСм/см за счёт высвобождения хлорида натрия, инкапсулированного в липосомы.Протонирование ЛП, встроенного в мембрану должно вызывать нарушение упаковки липидов в липосомальной мембране и, как следствие, вызывать вытекание низкомолекулярного электролита из заполненных солью липосом. Однако, при переносе липосом в буфер с рН 6 вытекания соли не наблюдалось, также как и в случае с рН 7.Формирование комплексов заполненных хлоридом натрия ДОФХ/ЛП липосом сν = 0.05 со слабым полиэлектролитом ПАNa не приводило к вытеканию соли ни в рН 7, ни в рН 6. Аналогичная ситуация наблюдалась и при формировании комплексов с ПССNa. Комплексообразование не индуцировало вытекания соли ни в рН 7, ни в рН 6.По-видимому, из-за низкой доли ЛП в липосомальной мембране и, как следствие, низкой плотности формируемых дефектов, переориентация хвостов ЛП не приводит к формированию достаточного объема пор для вытекания соли. Также вследствие малой доли ЛП возможно быстрое «залечивание» формируемых дефектов за счёт латеральной диффузии окружающих ЛП молекул ДОФХ. Следует отметить, что наличие гидрофобных фрагментов в ПАNa из-за частичной диссоциации карбоксильных групп в кислых и нейтральных средах, не влияло на формирование дефектов в липосомах, что подтверждает, что взаимодействие ДОФХ/ЛП липосом с ν = 0.05 с полианионами определяется электростатической природой.4.7. Целостность рН-чувствительных липосом с ν = 0.3 в различных рНИзвестно, что увеличение доли ЛП в мембране приводит к повышению эффективности рН-контролируемого высвобождения внутреннего содержимого липосом[ ]. Поэтому было целесообразно ожидать проявление эффекта нарушения целостности липосомальной мембраны ДОФХ/ЛП липосом при увеличении доли ЛП. Целостность липосомальной мембраны контролировали методом кондуктометрии. Было обнаружено, что при рН 7 в течение как минимум двух часов не происходило изменения электропроводности 1 мг/мл суспензии ДОФХ/ЛП липосом с ν = 0.3. Добавление в систему неионогенного ПАВ Тритон Х-100 приводило к разрушению липосом. При этом электропроводность в системе возрастала на 80 мкСм/см за счёт высвобождения хлорида натрия, инкапсулированного в липосомы.На рис. 14 представлена зависимость относительной электропроводности системы ДОФХ/ЛП липосомы сν = 0.3 от времени в различных рН. Значения относительной электропроводности рассчитывали принимая за нулевое значение электропроводность буфера с данным рН, за максимальное значение принимали электропроводность суспензии после разрушения липосом неионогенным ПАВ Тритон Х-100. Как видно из графика при значениях рН 7 и 8 не наблюдается вытекания соли в течение 20 мин (кривые 1 и 2). В то время как при внесении суспензии липосом в буффер с рН 6 (кривая 3) в течение первых 5 мин наблюдается резкий прирост относительной электропроводности, свидетельствующий о вытекании хлорида натря из внутреннего объема липосом во внешний раствор. При этом практически полное вытекание наблюдается в течение 10 мин инкубированиялипосом при рН 6. Таким образом, увеличение доли ЛП привело к появлению у ДОФХ/ЛП липосом способности к рН-контролируемому высвобождению внутреннего содержимого.4.8. Целостность комплексов рН-чувствительных липосом и ПССNa с ν = 0.3 в различных рНДля того, чтобы ответить на вопрос: как влияет комплексообразование с полианионами на рН-индуцируемое вытекание инкапсулированного в ДОФХ/ЛП липосом с ν = 0.3 методом кондуктометрии исследовали комплексы заполненных солью липосом и ПССNa. Поскольку ранее было продемонстрировано превалирующее влияние электростатического взаимодействия на формирование комплексов в этой части рассмотрены комплексы, сформированные ПССNa.На рис. 15 представлена зависимость относительной электропроводности комплексов ПССNa и ДОФХ/ЛП липосом сν = 0.3 от времени в различных рН. Значения относительной электропроводности рассчитывали принимая за нулевое значение электропроводность ПССNa в буфере с данным рН, за максимальное значение принимали электропроводность суспензии после разрушения липосом неионогенным ПАВ Тритон Х-100. Как видно из графика при внесении комплекса в буффер с рН 6 практически мгновенно происходит полное вытекание внутреннего содержимого заполненных солью липосом. При этом для комплексов, сформированных в рН 7 также наблюдалось повышение электропроводности со времененм, свидетельствующее о нарушении целостности мембраны липосом. Примечательным является тот факт, что даже в щелочных средах при рН 8 наблюдалось вытекание практически половины всего инкапсулированного хлорида натрия. Данный результат свидетельствует о том, чтоформирующиеся при протонировании ЛП дефекты вызывают мгновенное вытекание гидрофильного содержимого внутреннего объема липосом. При этом выход зависимости относительной электропроводности от времени при рН 8 на плато свидетельствует об окончании или значительном замедлении процесса, что, по-видимому, вызвано залечиванием дефектов вследствие латеральной диффузии ДОФХ. Другим принципиальным выводом из сравнения кривых 1,2 и 3 является то, что полнота высвобождения инкапсулированного содержимого определяется количеством мгновенно образующихся дефектов при изменении рН. Поскольку при рН 8 ЛП протонируются только в результате индуцирования ПССNa, то доля протонированных ЛП при рН 7 больше, чем при рН 8. Таким образом, число Рис. 14Зависимость относительной электропроводности суспензии заполненных 1 М NaCl ДОФХ/ЛП липосом от времени. . Слип = 1 мг/мл, ν = 0.3.рН 8 (1); рН 7 (2); рН 6 (3)Рис. 15Зависимость относительной электропроводности суспензии заполненных 1 М NaCl ДОФХ/ЛП липосом от времени. . . Слип = 1 мг/мл, ν = 0.3; [ПССNa] = 0.00024осново-моль/л ; рН 8 (1); рН 7 (2); рН 6 (3).дефектов, формируемых в системе почти в два раза меньше. Данный результата позволяет предположить, что количество ПССNa-индуцировано протонированных ЛП при рН 7 в два раза больше, чем при рН 8.4.9. Сравнениполианионов как активаторов рН-регулируемого высвобождения гидрофильных соединений, включенных в ДОФХ/ЛП липосомыРанее в обсуждении было высказано предположение, что заряженные группы ПССNa имеют большее сродство к аминогруппе ЛП, чем карбоксилатные группы ПАNа. Чтобы установить, влияет ли сродство заряженных групп на индуцированное высвобождение инкапсулированного в ДОФХ/ЛП липосомы хлорида натрия было проведено сравнение начальных скоростей вытекания соли из индивидуальных ДОФХ/ЛП липосом, комплексов ДОФХ/ЛП липосом с ПАNa и комплексов ДОФХ/ЛП липосом с ПССNa. Значение скоростей рассчитывали как угол наклона начального линейного участка зависимости относительной электропроводности от времени.На рис. 16 представлены относительные начальные скорости вытекания хлорида натрия, нормированные на начальную скорость вытекания соли из индивидуальных липосом. Видно, что формирование комплексов с ПАNa позволяет увеличить скорость вытекания в 1.2 раза, в то время как формирование комплексов с ПССNa, обладающего большим сродством к ЛП, позволяет увеличить эту скорость в 2.28 раз.Рис. 16Относительные начальные скорости вытекания NaCl из ДОФХ/ЛП липосом (1); комплекса ПАNa/ ДОФХ/ЛП липосомы (2); комплекса ПCCNa/ ДОФХ/ЛП липосомы (3); от времени.. Слип = 1 мг/мл, ν = 0.3 (1-3); [ПАNa] = 0.00024 осново-моль/л (2); [ПССNa] = 0.00024 осново-моль/л (3); рН 6 .5.ВыводыПолучены рН- чувствительные липосомы из электронейтральногодипальмитоилфосфатидилхолина и транс-4,5-дидодецилоксикарбонил-транс-2-аминоциклогексанол, обладающего конформационным переходом при протонировании. Показано, что включение в липосомальную мембрану рН-чувствительного липида с мольной долей ν= 0.05 и менее не придаёт липосомам способности высвобождать внутреннее гидрофильное содержимое при закислении рН среды. Стимул-чувствительные наноконтейнеры могут быть получены при доле способного менять конформацию липида ν= 0.3. Продемонстрирована возможность формирования электростатических комплексов из рН-чувствительных липосом с полианионами как в областях рН, где индивидуальные липосомы обладают положительным поверхностным зарядом, так и при рН, где индивидуальные липосомы не несут положительного заряда. Для сильных полианионов область рН, в которой могут быть сформированы электростатические комплексы шире, чем для слабых полианионов.Показано, что формирование комплексов рН-чувствительных липосом с полианионами увеличить начальную скорость вытекания гидрофильного содержимого липосом при закислении рН. Причем, чем сильнее сродство звеньев полианиона к протонируемой группе липида, тем сильнее эффект увеличения скорости высвобождения.Список литературыЛипиды // Большая российская энциклопедия. Том 17. — М., 2010. — С. 550—551.Лившиц В. А., Демишева И. В. Самоорганизация и фазовая структура липидных мембран. Исследование методом ЭПР-спектроскопии спиновых меток //Российские нанотехнологии. – 2010. – Т. 5. – №. 9-10. – С. 53-60.Щука А. Технологии самоорганизации в наноэлектронике //Наноиндустрия. – 2009. – №. 5. – С. 4-11.Bangham AD, Horne RW. Negative staining of phospholipids and their structural modification by surface-active agents as observed in the electron microscope. J Mol Biol. 1964;8:660–668. Bangham AD, Hill MW, Miller NG. Preparation and use of liposomes as models of biological membranes. In: Korn ED, editor. Methods in Membrane Biology. Vol 1. New York: Plenum; 1974:1–68.Etheridge ML, Campbell SA, Erdman AG, Haynes CL, Wolf SM, McCullough J. The big picture on nanomedicine: the state of investigational and approved nanomedicine products. Nanomedicine. 2013;9:1–14.Euliss LE, DuPont JA, Gratton S, DeSimone J. Imparting size, shape,and composition control of materials for nanomedicine. Chem Soc Rev.2006;35:1095–1104Papahadjopoulos D, Kimelberg HK. Phospholipid vesicles (liposomes) asmodels for biological membranes: their properties and interactions with cholesterol and proteins. In: Progress in Surface Science. Vol. Oxford:Pergamon; 1973:141–149.Frolov VA, Shnyrova AV, Zimmerberg J. Lipid polymorphisms and membrane shape. Cold Spring HarbPerspect Biol. 2011;3:a004747.Immordino ML, Dosio F, Cattel L. Stealth liposomes: review of the basic science, rationale, and clinical applications, existing and potential. Int J Nanomedicine. 2006;1:297–315.Betageri GV, Parsons DL. Drug encapsulation and release from multilamellar and unilamellar liposomes. Int J Pharm. 1992; 81:235–241. Niven RW, Speer M, Schreier H. Nebulization of liposomes. II. The effects of size and modeling of solute release profiles. Pharm Res. 1991; 8:217–221. Hosta-Rigau L, Zhang Y, Teo BM, Postma A, Städler B. Cholesterol – a biological compound as a building block in bionanotechnology. Nanoscale. 2013;5:89–109.Gómez-Hens A, Fernández-Romero JM. Analytical methods for the control of liposomal delivery systems. Trends Analyt Chem. 2006;25:167–178.Mozafari MR, Johnson C, Hatziantoniou S, Demetzos C. Nanoliposomes and their applications in food nanotechnology. J Liposome Res. 2008;18: 309–327. Wagner A, Vorauer-Uhl K. Liposome technology for industrial purposes. J Drug Deliv. 2011;2011:591325Bangham AD, Standish MM, Watkins JC. Diffusion of univalent ions across the lamellae of swollen phospholipids. J Mol Biol. 1965; 13: 238–252. Szoka F, Papahadjopoulos D. Procedure for preparation of liposomes with large internal aqueous space and high capture by reverse-phase evaporation. Proc Natl Acad Sci U S A. 1978;75:4194–4198.Woodbury DJ, Richardson ES, Grigg AW, Welling RD, Knudson BH. Reducing liposome size with ultrasound: bimodal size distributions.J Liposome Res. 2006;16:57–80.Berger N, Sachse A, Bender J, Schubert R, Brandl M. Filter extrusion of liposomes using different devices: comparison of liposome size, encapsulation efficiency, and process characteristics. Int J Pharm. 2001; 223:55–68.Bachmann D, Brandl M, Gregoriadis G. Preparation of liposomes using a mini-lab 8.30 H high-pressure homogenizer. Int J Pharm. 1993;91: 69–74.Laouini A, Jaafar-Maalej C, Limayem-Blouza I, Sfar S, Charcosset C, Fessi H. Preparation, characterization and applications of liposomes:state of the art. J Colloid Sci Biotechnol. 2012;1:147–168.Whitesides GM. The origins and the future of microfluidics. Nature.2006;442:368–373.Lasic DD. Magnetic resonance methods in the studies of liposomes.BullMagnReson. 1991;13:3–13.Palmer AF, Wingert P, Nickels J. Atomic force microscopy and light scattering of small unilamellar actin-containing liposomes. Biophys J. 2003;85:1233–1247.Grabielle-Madelmont C, Lesieur S, Ollivon M. Characterization of loaded liposomes by size exclusion chromatography. J BiochemBiophys Methods. 2003;56:189–217.Ruozi B, Belletti D, Tombesi A, et al. AFM, ESEM, TEM, and CLSM in liposomal characterization: a comparative study. Int J Nanomedicine.2011;6:557–563Ruysschaert T, Marque A, Duteyrat JL, Lesieur S, Winterhalter M, Fournier D. Liposome retention in size exclusion chromatography.BMCBiotechnol. 2005;10:5–11.Volinsky R. et al. Oxidized phosphatidylcholines facilitate phospholipid flip-flop in liposomes //Biophysical journal. – 2011. – Т. 101. – №. 6. – С. 1376-1384.Whitesides GM. The origins and the future of microfluidics. Nature. 2006;442:368–373. Yu B, Lee RJ, Lee LJ. Microfluidic methods for production of liposomes. Methods Enzymol. 2009;465:129–141.Nii, T. Encapsulation efficiency of water-soluble and insoluble drugs in liposomes prepared by the microencapsulation vesicle method / T. Nii, F. Ishii // Int. J. Pharm. - 2005. - V. 298. - № 1. - p. 198-205. Thompson, A.K. Comparison of hydrophobic and hydrophilic encapsulation using liposomes prepared from milk fat globule-derived phospholipids / A.K. Thompson, A. Couchoud, H. Singh // Dairy Sci. Technol. - 2009. - V. 89. - p. 99-113. Gómez-Hens A, Fernández-Romero JM. Analytical methods for the control of liposomal delivery systems. Trends Analyt Chem. 2006;25: 167–178.Immordino ML, Dosio F, Cattel L. Stealth liposomes: review of the basic science, rationale, and clinical applications, existing and potential. Int J Nanomedicine. 2006;1:297–315. Yuan F, Dellian M, Fukumura D, et al. Vascular permeability in a human tumor xenograft: molecular size dependence and cutoff size. Cancer Res. 1995;55:3752–3756. Brown S, Khan DR. The treatment of breast cancer using liposome technology. J Drug Deliv. 2012;29-65.Senior J. H. Fate and behavior of liposomes in vivo: a review of controlling factors / J. H. Senior // Crit. Rev. Ther. Drug Carrier Syst. - 1987. - V. 3. - p.123-193. Schiffelers, R.M. Therapeutic efficacy of liposomal gentamicin in clinically relevant rat models / R.M. Schiffelers, G. Storm, I.A. Bakker-Woudenberg // Int. J. Pharm. - 2001. - V. 214. - p. 103-105. Janknegt, R. Liposomal formulations of cytotoxic drugs / R. Janknegt // Support. Care Cancer. - 1996. - V. 4. - p. 298-304. Boswell, G.W. AmBisome (liposomal amphotericin B): a comparative review / G.W. Boswell, D. Buell, I. Bekersky, // J. Clin. Pharmacol. - 1998. - V. 38. - p. 583-592. Ayyagari, A.L. Long-Circulating Liposomal Contrast Agents for Magnetic Resonance Imaging / A.L. Ayyagari, X. Zhang, K.B. Ghaghada, A. Annapragada, X. Hu, R.V. Bellamkonda // Magn. Reson. Med. - 2006. - V. 55. - p. 1023-1029. Yuan, F. Microvascular permeability and interstitial penetration of sterically stabilized (Stealth) liposomes in a human tumor xenograft. / F. Yuan, M. Leunig, S.K. Huang, D.A. Berk, D. Papahadjopoulos, R.K. Jain // Cancer Res. - 1994. - V. 54. - p. 3352-3356.Mizuguchi, H. Efficient gene transfer into mammalian cells using fusogenic liposome / H. Mizuguchi, T. Nakagawa, M. Nakanishi, S. Imazu, S. Nakagawa // T. Biochem. Biophys. Res. Commun. - 1996. - V. 218. - p. 402-407. Torchillin, V.P. Affinity liposomes in vivo: factors influencing target accumulation / V.P. Torchillin // J. Mol. Recognition. - 1996. - V. 9. - p. 335-346. Laverman, P. Liposomes for scintigraphic detection of infection and inflammation / P. Laverman, O.C. Boerman, W.J. Oyen, E.T. Dams, G. Storm, F.H. Corstens // Adv. Drug. Deliv. Rev. - 1999. - V. 37. - p. 225-235. Schwarze, S.R. In vivo protein transduction: intracellular delivery of biologically active proteins, compounds and DNA / S.R. Schwarze, S.F. Dowdy // Trends Pharmacol. Sci. - 2000. - V. 21. - p. 45-48. Vermehren, C. Activity of mammalian secreted phospholipase A(2) from inflammatory peritoneal fluid towards PEG-liposomes. Early indications / C. Vermehren, K. Jorgensen, R. Schiffelers, S. Frokjaer // Int. J. Pharm. - 2001. - V. 214. - p. 93-98. Vermehren, C. Influence of lipopolymer concentration on liposome degradation and blood clearance / C. Vermehren, K. Jorgensen, S. Frokjaer // Int. J. Pharm. - 1999. - V. 183. - p. 13-16. Buiting, A.M. Liposome mediated depletion of macrophages: an approach for fundamental studies / A.M. Buiting, N. Van Rooijen // J. Drug Target. - 1994. - V. 2. - p. 357-362. Schmidt-Weber, C.B. Apoptotic cell death in activated monocytes following incorporation of clodronate-liposomes / C.B. Schmidt-Weber, M. Rittig, E. Buchner, I. Hauser, I. Schmidt, E. Palombo-Kinne, F. Emmrich, R.W. Kinne // J. Leukoc. Biol. - 1996. - V. 60. - p .230-244. Torchilin V. Tumor delivery of macromolecular drugs based on the52EPR effect. Adv Drug Deliv Rev. 2011;63:131–135.Senior JH, Trimble KR, Maskievicz R. Interaction of positively charged liposomes with blood: implications for their application in vivo. BiochimBiophys Acta. 1991;1070:173–179. Zhao W, Zhuang S, Qi XR. Comparative study of the in vitro and in vivo characteristics of cationic and neutral liposomes. Int J Nanomedicine. 2011;6:3087–3098.Harashima H, Matsuo H, Kiwada H. Identification of proteins mediating clearance of liposomes using a liver perfusion system. Adv DrugDelivery Rev. 1998;32:61–79.Miller CR, Bondurant B, McLean SD, McGovern KA, O’Brien DF.Liposome-cell interactions in vitro: effect of liposome surface chargeon the binding and endocytosis of conventional and sterically stabilizedliposomes. Biochemistry. 1998;37:12875–12883.Cullis PR, Chonn A, Semple SC. Interactions of liposome andlipid-based carrier systems with blood proteins: relation to clearancebehavior in vivo. Adv Drug Delivery Rev. 1998;32:3–17.Campbell PI. Toxicity of some charged lipids used in liposome preparations. Cytobios. 1983;37:21–26.Ogiso T, Yamaguchi T, Iwaki M, Tanino T, Miyake Y. Effect of positively and negatively charged liposomes on skin permeation of drugs. Drug Target. 2001;9:49–59.Felgner PL, Gadek TR, Holm M, et al. Lipofection: a highly efficient lipid-mediated DNA transfection procedure. Proc Natl Acad Sci U S A. 1987;84:7413–7417Yang, X. et al. Multifunctional stable and pH-responsive polymer vesicles formed by heterofunctional triblock copolymer for targeted anticancer drug delivery and ultrasensitive MR imaging. ACS Nano 4, 6805–6817, 10.1021/nn101670k (2010).Zhou, Z. et al. Molecularly precise dendrimer-drug conjugates with tunable drug release for cancer therapy. Angew Chem Int Ed Engl 53, 10949–10955, 10.1002/anie.201406442 (2014).Reddy, T. L. et al. Para amino benzoic acid-derived self-assembled biocompatible nanoparticles for efficient delivery of siRNA. Int J Nanomedicine 10, 6411–6423, 10.2147/IJN.S86238 (2015).Yin, T. et al. Tumor-penetrating codelivery of siRNA and paclitaxel with ultrasound-responsive nanobubbles hetero-assembled from polymeric micelles and liposomes. Biomaterials 35, 5932–5943, 10.1016/j.biomaterials.2014.03.072 (2014).Park, C., Lee, K. & Kim, C. Photoresponsive cyclodextrin-covered nanocontainers and their sol-gel transition induced by molecular recognition. Angew Chem Int Ed Engl 48, 1275–1278, 10.1002/anie.200803880 (2009).Qiu, Y. & Park, K. Environment-sensitive hydrogels for drug delivery. Adv Drug Deliv Rev 53, 321–339 (2001).Liu, R., Zhao, X., Wu, T. & Feng, P. Tunable redox-responsive hybrid nanogated ensembles. J Am Chem Soc 130, 14418–14419, 10.1021/ja8060886 (2008).Su, J., Chen, F., Cryns, V. L. & Messersmith, P. B. Catechol polymers for pH-responsive, targeted drug delivery to cancer cells. Journal of the American Chemical Society 133, 11850–11853, 10.1021/ja203077x (2011).Moku, G., Gulla, S. K., Nimmu, N. V., Khalid, S. & Chaudhuri, A.Delivering anti-cancer drugs with endosomal pH-sensitive anti-cancer liposomes. Biomater Sci, 10.1039/c5bm00479a (2016).Gerweck, L. E. Tumor pH: implications for treatment and novel drug design. Seminars in radiation oncology 8, 176–182 (1998).Moitra, P., Kumar, K., Kondaiah, P. & Bhattacharya, S. Efficacious anticancer drug delivery mediated by a pH-sensitive self-assembly of a conserved tripeptide derived from tyrosine kinase NGF receptor. Angew Chem Int Ed Engl 53, 1113–1117, 10.1002/anie.201307247 (2014).Lee, Y. et al. Efficient delivery of bioactive antibodies into the cytoplasm of living cells by charge-conversional polyion complex micelles. Angew Chem Int Ed Engl 49, 2552–2555, 10.1002/anie.200905264 (2010).Sung, H. W., Sonaje, K., Liao, Z. X., Hsu, L. W. & Chuang, E. Y. pH-responsive nanoparticles shelled with chitosan for oral delivery of insulin: from mechanism to therapeutic applications. Acc Chem Res 45, 619–629, 10.1021/ar200234q (2012).Griset, A. P. et al. Expansile nanoparticles: synthesis, characterization, and in vivo efficacy of an acid-responsive polymeric drug delivery system. J Am Chem Soc 131, 2469–2471, 10.1021/ja807416t (2009).Collins, D., Litzinger, D. C. & Huang, L. Structural and functional comparisons of pH-sensitive liposomes composed of phosphatidylethanolamine and three different diacylsuccinylglycerols. Biochimica et biophysica acta 1025, 234–242 (1990).Malamas, A. S., Gujrati, M., Kummitha, C. M., Xu, R. & Lu, Z. R.Design and evaluation of new pH-sensitive amphiphilic cationic lipids for siRNA delivery. J Control Release 171, 296–307, 10.1016/j.jconrel.2013.06.019 (2013).Obata, Y., Tajima, S. & Takeoka, S. Evaluation of pH-responsive liposomes containing amino acid-based zwitterionic lipids for improving intracellular drug delivery in vitro and in vivo. J Control Release 142, 267–276, 10.1016/j.jconrel.2009.10.023 (2010).Reddy T. L. et al. Simultaneous delivery of Paclitaxel and Bcl-2 siRNA via pH-Sensitive liposomal nanocarrier for the synergistic treatment of melanoma //Scientific reports. – 2016. – Т. 6. – С. 35223.Torchilin V. Multifunctional and stimuli-sensitive pharmaceutical nanocarriers. Eur J Pharm Biopharm. 2009;71:431–444. Perche F, Torchilin VP. Recent trends in multifunctional liposomal nanocarriers for enhanced tumor targeting. J Drug Deliv. 2013;2013: 705265Simões, S. (2004). On the formulation of pH-sensitive liposomes with long circulation times. Advanced Drug Delivery Reviews, 56(7), 947–965. doi:10.1016/j.addr.2003.10.038Caldeira de Araújo Lopes S, Vinícius Melo Novais M, Salviano Teixeira C, et al. Preparation, physicochemical characterization, and cell viability evaluation of long-circulating and pH-sensitive liposomes containing ursolic acid. Biomed Res Int. 2013;2013:467147.Ong W, Yang Y, Cruciano AC, McCarley RL. Redox-triggered contents release from liposomes. J Am Chem Soc. 2008;130:14739–14744.Gasselhuber A, Dreher MR, Negussie A, Wood BJ, Rattay F, Haemmerich D. Mathematical spatio-temporal model of drug delivery from low temperature sensitive liposomes during radiofrequency tumour ablation. Int J Hyperthermia. 2010;26:499–513.Poon RT, Borys N. Lyso-thermosensitive liposomal doxorubicin: a novel approach to enhance efficacy of thermal ablation of liver cancer. Expert OpinPharmacother. 2009;10:333–343.Zhao, Y., Ren, W., Zhong, T., Zhang, S., Huang, D., Guo, Y., … Zhang, Q. (2016). Tumor-specific pH-responsive peptide-modified pH-sensitive liposomes containing doxorubicin for enhancing glioma targeting and anti-tumor activity. Journal of Controlled Release, 222, 56–66. doi:10.1016/j.jconrel.2015.12.006Paliwal, S. R., Paliwal, R., Agrawal, G. P., & Vyas, S. P. (2016). Hyaluronic acid modified pH-sensitive liposomes for targeted intracellular delivery of doxorubicin. Journal of Liposome Research, 26(4), 276–287. doi:10.3109/08982104.2015.1117489Anwekar H., Patel S., Singhai A. K. Liposome-as drug carriers //International Journal of Pharmacy & Life Sciences. – 2011. – Т. 2. – №. 7.P.945-952Richter, R.P. Formation of Solid-Supported Lipid Bilayers: An Integrated View / R.P. Richter, R. Bérat, A.R. Brisson // Langmuir. - 2006. - V. 22. - № 8. - p. 3497–3505. Cao C. et al. Construction of an aerolysin nanopore in a lipid bilayer for single-oligonucleotide analysis //nature protocols. – 2017. – Т. 12. – №. 9. – С. 1901.Wei F., Tian K., Zheng W. Interfacial structure and transformation of guanine-rich oligonucleotides on solid supported lipid bilayer investigated by sum frequency generation vibrational spectroscopy //The Journal of Physical Chemistry C. – 2015. – Т. 119. – №. 48. – С. 27038-27044.Yaroslavov, A. A., Kuchenkova, O. Y., Okuneva, I. B., Melik-Nubarov, N. S., Kozlova, N. O., Lobyshev, V. I., … Kabanov, V. A. (2003). Effect of polylysine on transformations and permeability of negative vesicular membranes. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes, 1611(1-2), 44–54. doi:10.1016/s0005-2736(02)00701-0Yaroslavov, A.A. Polyelectrolyte-coated liposomes: Stabilization of the interfacial complexes / A.A. Yaroslavov, A.A. Rakhnyanskaya, E.G. Yaroslavova, A.A. Efimova, F.M. Menger //Adv. Col. Inter. Sci. - 2008. - V. 142. - p. 43–52. Hanz, S. Z., Shu, N. S., Qian, J., Christman, N., Kranz, P., An, M., … Qiang, W. (2016). Protonation-Driven Membrane Insertion of a pH-Low Insertion Peptide. AngewandteChemie International Edition, 55(40), 12376–12381. doi:10.1002/anie.201605203Kabanov, V.A. What happens to negatively charged lipid vesicles upon interacting with polycation species? / V.A. Kabanov, A.A. Yaroslavov // J. Control Release. - 2002. - V. 78. - p. 267-271. А. А. Ярославов, А. А. Ефимова, В. Е. Кульков, В. А. Кабанов /Адсорбция поликатиона на поверхности отрицательно заряженных липосом. Влияние фазового состояния липидного бислоя на строение комплекса поликатион-липосома// ВМС, 1994, том 36, №2, с. 264 – 270Marie, E., Sagan, S., Cribier, S., & Tribet, C. (2014). Amphiphilic Macromolecules on Cell Membranes: From Protective Layers to Controlled Permeabilization. TheJournalofMembraneBiology, 247(9-10), 861–881. doi:10.1007/s00232-014-9679-3Tribet, C., & Vial, F. (2008). Flexible macromolecules attached to lipid bilayers: impact on fluidity, curvature, permeability and stability of the membranes. SoftMatter, 4(1), 68–81. doi:10.1039/b708431pKevelam, J. Polymer−Surfactant Interactions Studied by Titration Microcalorimetry: Influence of Polymer Hydrophobicity, Electrostatic Forces, and Surfactant Aggregational State / J. Kevelam, J. F. L. van Breemen, W. Blokzijl, J. Engberts // Langmuir. - 1996. - V. 12. - p. 4709-4717. Israelachvili, J.N. Intermolecular and surface forces / J.N. Israelachvili. - NewYork: Academic Press, 1992. Boon, J.M. Facilitated phosphatidylcholine flip-flop across erythrocyte membranes using low molecular weight synthetic translocases / J.M. Boon, B.D. Smith // J. Am. Chem. Soc. - 2001. - V. 123. - p. 6221-6226. B. Ceh, M. Winterhalter, P. M. Frederik, J. J. Vallner and D. Lasic, Adv. Drug Delivery Rev., 1997, 24, 165–177.Yaroslavov, A.A. Reversibility of structural rearrangements in the negative vesicular membrane upon electrostatic adsorption/desorption of polycation / A.A. Yaroslavov, A.A. Efimova, V.I. Lobyshev, V.A. Kabanov // Biochim. Biophys. Acta. - 2002. - V. 1560. - № 1. - p. 14-22. Yaroslavov, A.A. Polymer-induced flip-flop in biomembranes / A.A. Yaroslavov, N.S. Melik-Nubarov, F.M. Menger // Acc. Chem. Res. - 2006. - V. 39. - № 10. - p. 702-710. О кардинальном различии во взаимодействии отрицательно заряженных липосом с полилизином и поли-N-этил-4-винилпиридиний бромидом Ярославов А.А., Кученкова О.Е., Ярославова Е.Г., Кабанов В.А.в журнале Доклады Академии наук, издательство Наука (М.), том 354, с. 350-352 Yaroslavov, A.A. Biomembranesensivity to structural changes in bound polymers / A.A. Yaroslavov, T.A. Sitnikova, A.A. Rakhnyanskaya, E.G. Yaroslavova, D.A. Davydov, T.V. Burova, V.Ya. Grinberg, L. Shi, F.M. Menger // J. Am. Chem. Soc. - 2009. - V. 131. - № 5. - P. 1666-1667. Yaroslavov, A. A., Kul’kov, V. Y., Efimova, A. A., & Ignatiev, M. O. (1995). Synthetic polycations on the surface of negatively charged liposomes. Thin Solid Films, 265(1-2), 66–70. doi:10.1016/0040-6090(95)06619-5Овчинников, Ю.А. Биоорганическая химия / Ю.А. Овчинников. - Москва: Просвещение, 1987. - 577 c. Yaroslavov, A.A. Polyelectrolyte-coated liposomes: stabilization of the interfacial complexes / A.A. Yaroslavov, A.A. Rakhnyanskaya, E.G. Yaroslavova, A.A. Efimova, F.M. Menger // Advances in colloid and interface science. - 2008. - V. 142. - № 1-2. - p. 43-52Yaroslavov, A.A. Effect of polylysine on transformations and permeability of negative vesicular membranes / A.A. Yaroslavov, O.Ye. Kuchenkova, I.B. Okuneva, N.S. Melik-Nubarov, N.O. Kozlova, V.I. Lobyshev, V.A. Kabanov, F.M. Menger // Biochim. Biophys. Acta. - 2003. - V. 1611. - p. 44-54. Bakeev KN, Izumrudov VA, Kuchanov SI, Zezin AB, Kabanov VA. Macromolecules1992;25:4249Polozova A, Winnik F. Langmuir 1999;15:4222.Polozova A, Yamazaki A, Brash J, Winnik F. BiochimBiphys Acta 1997;1326:213. Vial F, Rabhi S, Tribet C. Langmuir 2005;21(3):853.Menger, F.M. Migration of poly-L-lysine through a lipid bilayer / F.M. Menger, V.A. Seredyuk, M.V. Kitaeva, A.A. Yaroslavov, N.S. Melik-Nubarov // J. Am. Chem. Soc. - 2003. - V. 125. - № 10. - p. 2846-2847. Yaroslavov, A.A. A polycation causes migration of negatively charged phospholipids from inner to outer leaflet of the liposomal membrane / A.A. Yaroslavov, V.E. Kul`kov, A.S. Polinsky, B.A. Baibakov, V.A. Kabanov // FEBS Lett. - 1994. - V. 340. - p. 121-123. Yaroslavov, A.A. Integrity of mixed liposomes contacting a polycation depends on the negatively charged lipid content / A.A. Yaroslavov, E.A. Kiseliova, O.Yu. Udalykh, V.A. Kabanov // Langmuir. - 1998. - V. 14. - № 18. - p. 5160-5163. Bordi, F. Direct evidence of multicompartment aggregates in polyelectrolytecharged liposome complexes / F. Bordi, C. Cametti, S. Sennato, M. Diociaiuti // Biophys. J. - 2006. - V. 91. - p. 1513–1520. Sennato, S., F. Bordi, C. Cametti, M. Diociaiuti, and M. Malaspina. 2005. Charge patch attraction and reentrant condensation in DNAliposome complexes. Biochim. Biophys. Acta. 1714:11–24.Bordi, F., C. Cametti, M. Diociaiuti, and S. Sennato. 2005. Large equilibrium clusters in low-density aqueous suspensions of polyelectrolyte-liposome complexes: a phenomenological model. Phys. Rev. E. 71:050401 (Rd)Bordi, F. Strong repulsive interactions in polyelectrolyte-liposome clusters close to the isoelectric point: a sign of an arrested state / F. Bordi, C. Cametti, S. Sennato, D. Truzzolillo // Phys. Rev. E Stat. Nonlin. Soft Matter Phys. - 2007. - V. 76. - № 6. - p. 061403-1 - 0614031-2. D. Velegol and P. K. Thwar, Langmuir 17, 7687,2001.Sybachin, A.V. Complexation of polycations to anionic liposomes: Composition and structure of interfacial complexes / A.V. Sybachin, A.A. Efimova, E.A. Litmanovich, F.M. Menger, A.A. Yaroslavov // Langmuir. - 2007. - V. 23. - p. 10034-10039. Yaroslavov, A.A. Conventional and gemini surfactants embedded within bilayer membranes: contrasting behavior / A.A. Yaroslavov, E.A. Kiseliova, O.Yu. Udalykh, V.A. Kabanov, Yu.A. Ermakov, V.A. Azov, F.M. Menger // Chem. Eur. J. – 2001. – V.7. – p. 48354843. Yaroslavov, A.A. Electrostatically driven complexation of liposomes with a starshaped polyelectrolyte to low-toxicity multi-liposomal assemblies / A.A. Yaroslavov, A.V. Sybachin, O.V. Zaborova, D.V. Pergushov, A.B. Zezin, N.S. Melik-Nubarov, F.A. Plamper, A.H.E. Müller, F.M. Menger // Macromol. Biosci. – 2014. – V.14. – № 4. – p. 491-495. Brazdova, B. trans-2-Aminocyclohexanol as a pH-sensitive conformational switch in lipid amphiphiles / B. Brazdova, N. Zhang, V.V. Samoshin, X. Guo // Chem. Commun. – 2008. – V.39. – p. 4774-4776.Liu X. et al. Fliposomes: pH-triggered conformational flip of new trans-2-aminocyclohexanol-based amphiphiles causes instant cargo release in liposomes //Journal of liposome research. – 2012. – Т. 22. – №. 4. – С. 319-328.Samoshina N. M. et al. Fliposomes: pH-sensitive liposomes containing a trans-2-morpholinocyclohexanol-based lipid that performs a conformational flip and triggers an instant cargo release in acidic medium //Pharmaceutics. – 2011. – Т. 3. – №. 3. – С. 379-405.Samoshin V. V. Fliposomes: stimuli-triggered conformational flip of novel amphiphiles causes an instant cargo release from liposomes //Biomolecular concepts. – 2014. – Т. 5. – №. 2. – С. 131-141.Y. Zheng, X. Liu, N.M. Samoshina, V.A. Chertkov, A.H. Franz, X. Guo, V.V. Samoshin, Fliposomes: pH-controlled release from liposomes containing new trans-2-morpholinocyclohexanol-based amphiphiles that perform a conformational flip and trigger an instant cargo release upon acidification, Nat Prod Commun 7 (2012) 353- 358.Zheng, Y.*; Liu, X.*; Samoshina, N. M.; Samoshin, V. V.; Franz, A. H.; Guo, X.; Fliposomes-6: trans-2-Aminocyclohexanol-based amphiphiles as highly efficient helper lipids for gene delivery by lipoplex. Biochimica et Biophysica Acta - Biomembranes, 2015, 1848 (12), 3113-3125.Zheng, Y., Liu, X., Samoshina, N. M., Samoshin, V. V., Franz, A. H., & Guo, X. (2018). Fliposomes: trans -2-aminocyclohexanol-based amphiphiles as pH-sensitive conformational switches of liposome membrane – a structure-activity relationship study. Chemistry and Physics of Lipids, 210, 129–141. doi:10.1016/j.chemphyslip.2017.10.004